WSTĘP

Motoryczna i transportowa czynność przewodu pokarmowego wpływa na pobór pokarmu poprzez działanie na regulację kontroli uczucia głodu i sytości oraz jego trawienie i wchłanianie. Uważa się, że w warunkach fizjologicznych spowolnienie opróżniania żołądka przyczynia się do zwiększenia odczucia sytości.

Informacje o poborze pokarmu oraz trawieniu przekazywane są z przewodu pokarmowego do ośrodków centralnego układu nerwowego na drodze pobudzenia nerwu błędnego przez mechaniczne rozciągnięcie ścian przewodu pokarmowego po przyjęciu pokarmu oraz w wyniku uwalniania hormonów jelitowych (cholecystokinina, glukagonopodobny peptyd-1, peptyd YY, oksyntomodulina, polipeptyd trzustkowy) [1], które działają na ośrodki sytości i głodu w podwzgórzu [2], wpływając na zachowania żywieniowe oraz homeostazę energetyczną. Pobudzenie mechano- i chemoreceptorów w przewodzie pokarmowym stymuluje zakończenie procesu przyjmowania pokarmu przez pobudzenie odruchów śródściennych jelita, docierających do zwojów przedkręgowych lub bezpośrednio do ośrodkowego układu nerwowego [3].

Ponieważ otyłość stanowi istotny problem kliniczny i epidemiologiczny od lat prowadzone są badania nad jej złożoną patogenezą, której jednym z ogniw może być zaburzenie funkcji motorycznej przewodu pokarmowego. W prezentowanej pracy przedstawiono przegląd danych dotyczących tego problemu.

FIZJOLOGICZNE FUNKCJE ŻOŁĄDKA

Żołądek fizjologicznie można podzielić na dwie części: proksymalną – obejmującą dno i górną część trzonu oraz dystalną – obejmującą część środkową i dolną trzonu oraz odźwiernik. Część proksymalna spełnia funkcję rezerwuaru dla spożywanych pokarmów, a przez generowanie ciśnienia wpływa na opróżniania żołądka. W części dystalnej następuje rozdrabnianie treści pokarmowej oraz przesuwanie jej do dwunastnicy. Z funkcją motoryczną żołądka związana jest regulacja uczucia głodu i sytości.

Aktywność skurczowa, czyli czynność motoryczna żołądka jest zależna od czynności mioelektrycznej. Potencjały czynnościowe bezpośrednio aktywują skurcze mięśniówki powstające w ścianie żołądka [4]. Czynność mioelektryczna żołądka jest złożona z cyklicznej depolaryzacji komórek mięśni gładkich, określanej jako elektryczna czynność kontrolna, czyli fale wolne oraz wyładowań potencjału związanych ze skurczem.

Fale wolne powstają w komórkach śródmiąższowych Cajala zlokalizowanych w krzywiźnie większej żołądka, w miejscu połączenia części bliższej oraz dalszej żołądka. Komórki te ulegają rytmicznej depolaryzacji powodując powstanie wolno rozprzestrzeniających się w stronę odźwiernika fal depolaryzacyjnych. Obszar ten nazywany jest również rozrusznikiem żołądka, ponieważ wytwarza rytmicznie depolaryzację z częstością około 3 cykle na minutę i jest odpowiedzialny za przestrzenną i tymczasową koordynację skurczów trzonu oraz odźwiernika żołądka [5]. Czynność rozrusznika żołądka zależna jest od bodźców nerwowych oraz hormonalnych, takich jak uwalnianie gastryny, cholecystokininy i motyliny [6, 7, 8]. Powolne fale żołądkowe determinują częstość, wielkość rozprzestrzeniającego się bodźca oraz kierunek skurczu.

Potencjały czynnościowe powstają w odpowiedzi na rozciągnięcie ścian żołądka, pobudzenie układu przywspółczulnego, działanie neurotransmiterów (acetylocholiny) oraz enterohormonów (gastryny, motyliny, cholecystokininy i sekretyny) [6, 7, 8]. Swoją siłą przewyższają fale powolne i są bezpośrednio związane z silnymi skurczami.

Aktywność mioelektryczną komórek mięśniówki żołądka (Gastric Myoelectrical Activity – GMA) możemy rejestrować przy użyciu elektrod przyłożonych do powłok brzucha rejestrując elektrogastrogram (EGG). Metoda ta w sposób pośredni dostarcza informacji o funkcji motorycznej żołądka. W zapisie EGG z elektrod umieszczonych na skórze otrzymujemy zapis sinusoidalny będący sumą obu typów czynności bioelektrycznej komórek żołądka. Prawidłowa częstość fal sinusoidalnych wynosi około 3 cykle na minutę (od 2,6 do 3,7 cykli). Nieprawidłowa częstotliwość mioelektryczna żołądka nazwana jest dysrytmią. W przypadku częstości fal depolaryzacyjnych poniżej 2,6 cykli na minutę nazywamy ją bradygastrią, częstość fal powyżej 3,7 cykli to tachygastria [5].

Dotychczasowe badania oceniające czynność bioelektryczną żołądka osób otyłych i z prawidłową masą ciała przyniosły sprzeczne rezultaty. W badaniach przeprowadzonych u otyłych dzieci nie zaobserwowano zmian we wzorze poposiłkowej odpowiedzi bioelektrycznej w porównaniu do tej, która występowała u dzieci z prawidłową masą ciała. Nie występowały również korelacje między parametrami ocenianymi w EGG a masą ciała i BMI [9]. Natomiast u dorosłych z otyłością olbrzymią występowało obniżenie częstości powstawania fal wolnych oraz zwiększenie odsetka bradygastrii zarówno przed, jak i po przyjęciu posiłku [10]. Wydaje się, że występowanie bradygastrii u osób z otyłością olbrzymią może stanowić mechanizm kontrregulacyjny, zapobiegający dalszemu przyrostowi masy ciała [11]. Należy podkreślić, że przeprowadzenie badania EGG u osób otyłych jest znacznie trudniejsze technicznie z powodu grubszego fałdu tkanki tłuszczowej podskórnej i większej odległości ścian żołądka od powierzchni elektrod, dlatego jego wyniki powinny być interpretowane z dużą ostrożnością [12].

Zaburzenia kurczliwości mogą prowadzić do trudności w powstawaniu ruchów propulsyjnych oraz nieprawidłowej koordynacji skurczów wymaganych do rozcierania pokarmu [5], co w konsekwencji może prowadzić do spowolnienia opróżniania żołądka na skutek zmniejszenia napięcia dna oraz antrum i nadmiernego rozciągnięcia jego ścian [13]. Zmiany te prowadzą do zaburzenia rozmieszczenia pokarmu w żołądku i zmian wrażliwości mechanoreceptorów mięśniówki na bodźce [14], co może prowadzić do zaburzeń w odbieraniu sygnałów sytości i przejadania się, a w konsekwencji do otyłości.

Aktywność skurczowa żołądka rozpoczyna się wkrótce po spożyciu posiłku i wykazuje trzy rodzaje fal: I, II oraz III. Fale typu I i II są wynikiem rytmicznych, okrężnych skurczów przesuwających się jako fale perystaltyczne w kierunku odźwiernika. Fale typu III są jednominutowymi skurczami tonicznymi obejmującymi segment żołądka i nakładają się na fale I i II. Nasilająca się z czasem siła skurczów powoduje zamknięcie światła żołądka, uniemożliwiając przejście treści pokarmowej do dwunastnicy, kolejne fale perystaltyczne powodują dalsze rozdrabnianie pokarmu i cofanie treści pokarmowej, aż do osiągnięcia średnicy odpowiedniej do przejścia do dalszej części przewodu pokarmowego [5].

Proces opróżniania żołądka podlega kontroli przez receptory dwunastnicze pobudzane przez jony wodorowe, kwasy tłuszczowe, roztwory hipertoniczne [15], hormony żołądkowo-jelitowe (cholecystokinina [16], peptyd YY [17], polipeptyd trzustkowy [18] glukagonopodobny peptyd-1 [19] i sekretyna [20]) i neuromediatory (acetylocholina) [21].

Autonomiczne odruchy nerwowe i odruchy śródścienne tworzące odruchy dwunastniczo-żołądkowe oraz uwalnianie hormonów żołądkowo-jelitowych, takich jak cholecystokinina, sekretyna, glukagon i żołądkowy peptyd hamujący stanowią mechanizmy spowalniające przechodzenie treści pokarmowej do dwunastnicy [15]. W badaniach doświadczalnych wykazano natomiast, że grelina pobudza opróżnianie żołądka oraz zmniejsza wydzielanie kwasu solnego u gryzoni [21].

Szybkość opróżniania żołądka zależy również od właściwości fizycznych spożywanego posiłku, gęstości kalorycznej, osmolalności, lepkości, kwasoty oraz składu pokarmu. Najszybciej opuszczają żołądek płyny izotoniczne, dodanie tłuszczu lub węglowodanów spowalnia opróżnianie żołądka. Pokarm rozdrobniony przechodzi szybciej do dwunastnicy.

Płyny bezkaloryczne opuszczają żołądek w sposób wprost proporcjonalny do objętości, wraz ze wzrostem kaloryczności oraz lepkości opróżnianie żołądka staje się liniowe i dlatego nieco spowolnione. Opróżnianie z pokarmów płynnych zależy głównie od napięcia dna żołądka pozostającego pod kontrolą nerwu błędnego, czynników humoralnych oraz od oporu odźwiernika i dwunastnicy [22]. Opróżnianie żołądka z pokarmów stałych jest dwufazowe i wymaga początkowego rozdrobnienia kęsów pokarmowych przez skurcze antrum, ruchy propulsyjne oraz wsteczne dystalnej części żołądka przy zamkniętym odźwierniku [23]. Podczas tego procesu opróżnianie jest niewielkie, a dopiero kiedy cząstki pokarmu osiągną wielkość poniżej 2 mm średnicy następuje opróżnienie żołądka w sposób liniowy [24].

Rozciągnięcie żołądka oraz obecność pokarmu hamuje odczuwanie głodu, powodując zmniejszenie spożywania pokarmu. Spowolnienie opróżniania żołądka pobudza uczucie sytości. Poposiłkowe uczucie sytości wynika z działania systemu jelitowego, składającego się z komórek uwalniających hormony po pobudzeniu przez bodźce mechaniczne oraz chemiczne. Obecność pożywienia w żołądku powoduje pobudzenie receptorów mechanicznych oraz chemicznych i przesyłanie sygnałów do ośrodkowego układu nerwowego drogą zakończeń nerwowych nerwu błędnego [25]. Wypełnienie żołądka hamuje dalsze przyjmowanie pokarmu niezależnie od zawartości składników odżywczych [26].

HORMONY PRZEWODU POKARMOWEGO A CZYNNOŚĆ MOTORYCZNA PRZEWODU POKARMOWEGO

Jak już wspomniano powyżej, czynność motoryczna przewodu pokarmowego regulowana jest także przez hormony wydzielane w jego rozproszonym układzie endokrynnym, a ich uwalnianie zależne jest od przyjmowania pokarmu. Należy podkreślić, że istotny wpływ na wydzielanie hormonów ma rodzaj przyjętego pokarmu. Hormony te, poza wpływem na motorykę przewodu pokarmowego, oddziałują również na ośrodki sytości i głodu w podwzgórzu (oś jelitowo-mózgowa regulacji przyjmowania pokarmów). Krótką charakterystykę najważniejszych hormonów przewodu pokarmowego przedstawiono w tabeli I. Rola hormonów przewodu pokarmowego w regulacji przyjmowania pokarmów została bardziej szczegółowo przedstawiona przez autorów we wcześniejszej publikacji [27].

INNE CZYNNIKI WPŁYWAJĄCE NA MOTORYKĘ PRZEWODU POKARMOWEGO

Zmiany czynności motorycznej przewodu pokarmowego zachodzą również pod wpływem bodźców płynących z autonomicznego układu nerwowego – włókien nerwu błędnego i nerwów trzewnych, których zakończenia znajdują się w zwojach zlokalizowanych w jego tkance mięśniowej gładkiej. Z kolei na wytwarzanie bodźców w układzie autonomicznym wpływają takie czynniki jak przyjęcie posiłku, emocje i stres. Zaobserwowano także, że czynność motoryczna przewodu pokarmowego może różnić się w zależności od płci i wieku [28, 29].

Istotnym elementem mogącym wpływać na funkcje transportowe przewodu pokarmowego są odruchy jelitowe, prowadzące do zwolnienia motoryki jego początkowego odcinka w czasie przesuwania się treści pokarmowej oraz pobudzania perystaltyki dalszego odcinka jelit po przyjęciu posiłku [30].

Czynność motoryczna przewodu pokarmowego może zmieniać się także w efekcie stosowania leków, które hamują (np.: atropina, tlenek azotu) lub pobudzają (np.: cizaprid, erytromcyna) czynność motoryczną [31].

Wydaje się, że czynnikami pierwotnymi regulującymi funkcję motoryczną przewodu pokarmowego są wiek i płeć, a pozostałe czynniki są wtórnie kształtowane przez wpływ bodźców zewnętrznych, takich jak emocje czy rodzaj spożytego pokarmu.

ZABURZENIA CZYNNOŚCI MOTORYCZNEJ ŻOŁĄDKA A OTYŁOŚĆ

W badaniach ultrasonograficznych wykazano, że powierzchnia części antralnej żołądka jest większa u osób z otyłością olbrzymią w porównaniu z osobami o prawidłowej masie ciała. Zaobserwowano także dodatnią korelację między powierzchnią części antralnej żołądka a BMI [32]. Natomiast w badaniach z wykorzystaniem techniki pozytronowej tomografii emisyjnej zaobserwowano większą pojemność części dystalnej, ale nie całego żołądka u osób otyłych [33]. Trudno jednak jednoznacznie stwierdzić czy zmiany objętości żołądka są przyczyną rozwoju otyłości, czy są raczej wyrazem adaptacji powstającej w odpowiedzi na nadmierne przyjmowanie pokarmów [34].

Wydaje się, że potwierdzeniem adaptacyjnego charakteru tych zmian może być obserwowane zmniejszenie objętości żołądka po skutecznej kuracji odchudzającej [35]. Ponadto o stopniu rozciągnięcia ścian żołądka, a zwłaszcza rozkurczeniu jego części proksymalnej bez wzrostu ciśnienia (tzw. akomodacja żołądka) decyduje w większym stopniu ilość przyjętego pokarmu niż jego wyjściowa pojemność. Akomodacja żołądka jest zjawiskiem adaptacyjnym zapobiegającym występowaniu poposiłkowego dyskomfortu. Potwierdzają to wyniki badań przeprowadzonych u pacjentów z gastroparezą i objawami dyspepsji, którzy mimo większej objętości żołądka przyjmują mniej pokarmów, ponieważ występujące u nich zaburzenia akomodacji żołądka prowadzą do wczesnego uczucia sytości i pełności w nadbrzuszu [36]. Poza tym zaburzenia akomodacji żołądka obserwuje się po zabiegach operacyjnych [37] oraz u pacjentów z cukrzycową neuropatią wegetatywną [38]. U osób otyłych występuje nasilenie akomodacji żołądka oraz większa maksymalna poposiłkowa objętość żołądka, co może ułatwiać zwiększone przyjmowanie pokarmów i opóźniać poposiłkowe odczuwanie sytości [33]. Dlatego techniki operacyjnego leczenia otyłości polegające na zmniejszeniu objętości żołądka, np. założenie balonu lub opaskowanie, powodują zmniejszenie przyjmowania pokarmów i zwiększają odczuwanie sytości [39].

Operacyjne leczenie otyłości nadal pozostaje najskuteczniejszą metodą prowadzącą do trwałego zmniejszenia masy ciała. Wydaje się, że na ostateczny efekt bariatrycznego leczenia otyłości wpływają takie czynniki jak mechaniczne zmniejszenie objętości żołądka, zaburzenie procesu wchłaniania składników odżywczych oraz zmiany wydzielania hormonów przewodu pokarmowego. Wykazano, że po zabiegach bariatrycznych dochodzi do nasilenia podstawowego oraz poposiłkowego uwalniania cholecystokininy [40], GLP-1 [41] oraz PYY [42].

Wydaje się, że mechanizm zwiększonego uwalniania hormonów nasilających uczucie sytości może stanowić dostosowanie podaży kalorii do mniejszego spoczynkowego wydatku energetycznego obserwowanego u osób po zabiegu bariatrycznym [43].

OPRÓŻNIANIE ŻOŁĄDKA W OTYŁOŚCI

Wydaje się prawdopodobne, że przyspieszone opróżnianie żołądka przyczynia się do zwiększonego przyjmowania pokarmu u osób otyłych. Może to być wynikiem osłabienia dwunastniczego mechanizmu zwrotnego hamującego opróżnianie żołądka, bardziej efektywnego rozdrabniania pokarmu oraz przyspieszonej emulsyfikacji [44].

Z drugiej strony istnieje także hipoteza, że u osób otyłych nadmierne przyjmowanie pokarmu może powodować rozciągnięcie ścian żołądka i zmniejszenie napięcia dna i antrum, co w efekcie prowadzi do spowolnienia opróżniania żołądka [13]. Zmiany te z kolei mogą być przyczyną zaburzenia rozmieszczenia pokarmu w żołądku i wrażliwości mechanoreceptorów mięśniówki na bodźce, co doprowadza do osłabienia w odbieraniu sygnałów sytości [14].

Dotychczasowe badania oceniające szybkość opróżniania żołądka u osób otyłych są niejednoznaczne. Wykazywano prawidłowe [45], przyspieszone [32], bądź opóźnione [13] opróżnianie żołądka u osób otyłych w porównaniu do osób z prawidłową masą ciała.

Różnice w uzyskiwanych wynikach mogą być efektem różnic w doborze osób badanych, standaryzacji posiłków próbnych (zawartość tłuszczów w posiłku testowym oraz różna kaloryczność) oraz innych czynników mogących wpływać na szybkość opróżniania żołądka takich jak:

• stabilność masy ciała [46, 47],

• dotychczasowa zawartość tłuszczów w diecie (Obserwowano spowolnienie opróżniania żołądka w wyniku stosowania diety niskotłuszczowej u zdrowych osób [48, 49]. W przypadku diety wysokotłuszczowej obserwowano przyspieszenie opróżniania żołądka w wyniku zmniejszenia wrażliwości receptorów na działania cholecystokininy uwalnianej pod wpływem działania kwasów tłuszczowych [48].),

• faza cyklu miesiączkowego (progesteron przyspiesza opróżnianie żołądka),

• palenie tytoniu, które wpływa pobudzająco na motorykę żołądka,

• aktywność fizyczna (przyspiesza opróżnianie żołądka i funkcje motoryczne jelit) [50].

Ponadto na wyniki badań oceniających opróżnianie żołądka może wpływać kwalifikacja do grupy badanej osób z różnym stopniem otyłości.

Wydaje się, że metodyka badań opróżniania żołądka nie wpływa na uzyskane wyniki, ponieważ zaobserwowano istotne korelacje pomiędzy wynikami uzyskanymi w stosowanej dawniej metodzie scyntygraficznej z podaniem posiłku testowego z dodatkiem radioaktywnego znacznika i pomiarem promieniotwórczości z użyciem gamma-kamery oraz nowej metodzie testów oddechowych, która jest nieinwazyjna i bezpieczna, ponieważ nie naraża osób badanych na promieniowanie jonizujące [51].

Badania oceniające wpływ redukcji masy ciała na opróżnianie żołądka również przyniosły sprzeczne rezultaty, w jednych wykazano spowolnienie opróżniania po redukcji masy ciała [32], natomiast w innych nie obserwowano zmian [52].

W badaniach własnych nie zaobserwowano zmian w szybkości opróżniania żołądka w wyniku stosowania terapii odchudzającej w czasie trzech miesięcy z zastosowaniem inhibitora lipazy – orlistatu [46].

Na podstawie powyższych danych trudno w sposób jednoznaczny potwierdzić lub wykluczyć znaczenie zmian opróżniania żołądka w patogenezie otyłości. Nie można wykluczyć, że zmiany motoryki i opróżniania żołądka są wtórne do hiperfagii i nadmiernego spożywania pokarmu. Wydaje się, że do wyjaśnienia tych wątpliwości w przyszłości mogą być użyteczne badania przeprowadzone u pacjentów, którym wszczepiono elektrody stymulujące żołądek (implantable gastric stimulation) [53].

Po wszczepieniu elektrody obserwowano zmniejszenie masy ciała oraz zwiększenie stężenia greliny po miesiącu od zabiegu, korelujące z wielkością ubytku masy ciała. Podwyższone stężenie greliny wydaje się mechanizmem adaptacyjnym organizmu na ujemny bilans energetyczny związany z działaniem rozrusznika [54]. Ponadto po wszczepieniu rozrusznika żołądka obserwowano obniżenie stężeń peptydów hamujących jego opróżnianie i zmniejszających łaknienie, takich jak cholecystokinina, somatostatyna, glukagonopodobny peptyd-1 oraz leptyna [53].

FIZJOLOGICZNE FUNKCJE JELIT

Funkcja motoryczna jelita cienkiego uzależniona jest od spożycia posiłku. Na czczo obserwuje się międzytrawienne wędrujące kompleksy motoryczne (Migrating Motor Complex, MMC), które składają się z czterech faz:

• spoczynkowej fali I (w fazie tej fale ciśnieniowe powstają nie częściej niż 3 w czasie 10 minut) stanowiącej 20-30% czasu cyklu; czynność transportowa przewodu pokarmowego jest w tej fazie znacznie ograniczona;

• nieregularnej aktywności skurczowej (faza II) stanowiącej od 40 do 60% czasu cyklu; występują w niej zarówno fale perystaltyczne, jak i segmentalne [55];

• fazy III stanowiącej zespół regularnych fal ciśnieniowych trwających około 5 minut,  przemieszczających się w kierunku dystalnym z początkowego odcinka jelita cienkiego. Szybkość rozprzestrzeniania się fali wynosi od 5 do 10 centymetrów w ciągu minuty w początkowej części jelita cienkiego, obniżając się do szybkości 0,5-1,0 cm/minutę w jelicie krętym. Fale perystaltyczne w fazie trzeciej odpowiedzialne są za usuwanie resztek pokarmu oraz wydzieliny gruczołów w okresie międzyposiłkowym i wydają się być głównym mechanizmem zabezpieczającym przed wstecznym przepływem treści pokarmowej [5].

• faza IV to około 5-minutowy stan przejściowy między intensywną fazą III a spoczynkową fazą I [5].

Pełny cykl MMC trwa od 85 do 110 minut. W jego regulacji dużą rolę odgrywają takie peptydy jak motylina, cholecystokinina i sekretyna działające w sposób para- i endokrynny. Przyjęcie pokarmu prowadzi do zwiększonego uwalniania gastryny i cholecystokininy oraz zmniejszenia uwalniania motyliny, co doprowadza do przerwania powstawania kompleksów motorycznych charakterystycznych dla fazy międzyposiłkowej oraz pobudzenia pokarmowej czynności skurczowej żołądka [56].

Po przyjęciu posiłku powstają fale ciśnieniowe odgrywające rolę w mieszaniu oraz rozdrabnianiu treści pokarmowej. Fale poposiłkowe podobne są do fal MMC, ale rozprzestrzeniają się na odległość o połowę krótszą [57]. Czynność poposiłkowa regulowana jest przez mechanizmy nerwowe (acetylocholina wzmaga skurcze jelit, noradrenalina hamuje ich motorykę), hormony oraz mediatory parakrynne (gastryna oraz cholecystokinina wzmagają częstotliwość potencjałów czynnościowych i pobudzają skurcze jelita a motylina pobudza czynność elektryczną i perystaltykę; natomiast sekretyna i glukagon hamują aktywność skurczową jelit) [57, 58].

Zmiany jelitowej kurczliwości wpływają na transport oraz wchłanianie składników pokarmowych, oddziałując na powstawanie uczucia sytości. Obecność składników pokarmowych w świetle jelita powoduje spowolnienie opróżniania żołądka, a spowolnienie opróżniania z kolei prowadzi do przedłużonego rozszerzenia żołądka oraz przyczynia się do powstania uczucia sytości. Nasilenie tego mechanizmu jest proporcjonalne do kaloryczności zawartości pokarmu w jelitach oraz długości jelita, na którą oddziałuje pokarm [59]. Ponadto obecność składników pokarmowych w świetle jelita powoduje uwolnienie hormonów jelitowych regulujących sytość oraz pobieranie pokarmu (cholecystokiny i sekretyny), które wpływają bezpośrednio na OUN lub pośrednio poprzez nerw błędny [58]. Zmiana stężeń tych hormonów może wpływać na czynność motoryczną oraz transportową przewodu pokarmowego i oddziaływać na przebieg otyłości.

U osób otyłych zaobserwowano zaburzenia MMC na czczo obejmujące skrócenie fazy I, nasilenie fazy II oraz częstsze występowanie fazy III w bardziej dystalnym odcinku jelita. Wydaje się, że może to być spowodowane obniżeniem stężenia motyliny [60]. Jednak znaczenie tych zmian w patogenezie otyłości jest trudne do zinterpretowania. Z jednej strony zwiększona aktywność jelita cienkiego u osób otyłych może przyczyniać się do silniejszego odczuwania głodu, z drugiej strony może powodować zmniejszenie wchłaniania składników pokarmowych w jelicie cienkim, co z kolei może zaburzać odczuwanie sytości.

Jelito grube spełnia głównie funkcję magazynową oraz stanowi powierzchnię absorpcji wody, elektrolitów i składników odżywczych. Trawienie pokarmu może stymulować perystaltykę jelita grubego (odruch żołądkowo-jelitowy) i jest związane ze zwiększeniem napięcia ściany jelita, szczytowych wyładowań oraz przenoszenia się fali perystaltycznej [61]. Z drugiej jednak strony poszerzenie jelita grubego prowadzić może do zahamowania czynności motorycznej górnego odcinka przewodu pokarmowego. Nie wiadomo czy zaburzenia motoryki jelita grubego mogą wpływać na czynność górnego odcinka przewodu pokarmowego i na powstawanie sygnałów sytości oraz proces wchłaniania składników odżywczych w jelicie cienkim. Konieczne są dalsze badania dotyczące tych powiązań.

W ostatnim czasie zwraca się uwagę na rolę flory bakteryjnej obecnej w świetle przewodu pokarmowego, której produkty metabolizmu mogą mieć wpływ na ilość wchłanianych związków energetycznych [62]. Mikroorganizmy jelitowe mogą także modyfikować aktywność lipazy lipoproteinowej i wpływać na odkładanie tkanki tłuszczowej [63]. U osób otyłych w świetle jelita wykazano zwiększenie zawartości bakterii z rodzaju Firmicutes oraz mniejszy odsetek bakterii z rodzaju Bacteroidetes [64].

CZAS PASAŻU ŻOŁĄDKOWO-KĄTNICZEGO A OTYŁOŚĆ

Czas pasażu żołądkowo-jelitowego odgrywa kluczową rolę w regulacji procesu wchłaniania. Przyspieszenie może prowadzić do zmniejszenia absorpcji i obniżenia masy ciała, natomiast wydłużenie pasażu może spowodować zwiększenie absorpcji oraz przyrost masy ciała. Jednak badania oceniające czas pasażu żołądkowo-kątniczego u osób otyłych dostarczają sprzecznych wyników; niektóre wykazały opóźniony pasaż jelitowy u osób otyłych [65], inne nie wykazały różnic w czasie pasażu u otyłych i szczupłych osób [66], obserwowano natomiast szybsze oraz bardziej efektywne wchłanianie składników pokarmowych w początkowym odcinku jelita cienkiego u osób otyłych w porównaniu do osób z prawidłową masą ciała oraz podobną szybkość opróżniania żołądka w obu grupach. Szybsze wchłanianie może odpowiadać za mniejsze uwalnianie sygnałów sytości z jelit i stanowić element patofizjologiczny rozwoju otyłości [66].

Wykazano również wydłużenie czasu pasażu żołądkowo-kątniczego u kobiet w wieku pomenopauzalnym w porównaniu z mężczyznami [67]. Ponieważ w pracy, w której wykazano opóźniony pasaż jelitowy grupy badana i kontrolna składały się z kobiet i mężczyzn nie można wykluczyć, że mogło to mieć wpływ na uzyskane wyniki. Również wyniki badań oceniających wpływ redukcji masy ciała na czas pasażu żołądkowo-kątniczego są niejednoznaczne. W badaniach własnych [46] wykazaliśmy wydłużenie czasu pasażu żołądkowo-kątniczego po 3 miesiącach stosowania orlistatu oraz tendencję do wydłużenia czasu pasażu w grupie stosującej placebo. Natomiast Drent i wsp. [68] nie obserwowali zmian w czasie pasażu żołądkowo-kątniczego po redukcji masy ciała ani w grupie stosującej orlistat ani w grupie placebo. Brak różnic w czasie pasażu żołądkowo-kątniczego po redukcji masy ciała w pracy Drenta i wsp. [68] może być efektem małej liczebności grupy badanej, włączeniem do badania kobiet i mężczyzn, czterotygodniowym okresem wstępnym przed pierwszym badaniem, w którym badani stosowali dietę z zawartością około 30% tłuszczów i ze zmniejszoną liczbą kalorii o około 500 kcal oraz niewielką redukcją masy ciała (poniżej 5%).

Z jednej strony w badaniach własnych wpływ na wydłużenie czasu pasażu żołądkowo-kątniczego mogła mieć redukcja masy ciała, z drugiej strony mogła to również spowodować zmiana diety i zastosowanie orlistatu. Jednak badania oceniające wpływ diety wysokotłuszczowej na czas pasażu żołądkowo-kątniczego również są niejednoznaczne.  Obserwowano skrócenie czasu pasażu po dwóch tygodniach stosowania diety wysokotłuszczowej [49]. W innym nie wykazano różnic w czasie pasażu żołądkowo-kątniczego u osób z otyłością oraz z prawidłową masą ciała, którym podawano wysoko- oraz niskotłuszczowe płynne posiłki testowe [48]. Opisano także wydłużenie czasu pasażu u osób zdrowych po tygodniu stosowania diety wysokotłuszczowej [69] oraz po podaniu tłuszczów do jelita krętego [70].

Przy zastosowaniu orlistatu zahamowanie aktywności lipazy powoduje, że do jelita czczego oraz krętego dociera więcej tłuszczów, które pobudzają zwrotne mechanizmy hamujące opróżnianie żołądka oraz pasaż. Mechanizmy te zapewniają utrzymanie prawidłowego trawienia i wchłaniania zwiększonej ilości tłuszczów w jelicie [47]. Prawdopodobnie ten efekt odpowiadał za wydłużenie czasu pasażu w badanej przez nas grupie stosującej orlistat po kuracji odchudzającej. Jednak tendencja do wydłużenia czasu pasażu żołądkowo-kątniczego w grupie placebo sugeruje, że odpowiednia redukcja masy ciała sama może powodować jego wydłużenie, co może być jednym z mechanizmów kontrregulacyjnych zapobiegających dalszej redukcji masy ciała.

Podsumowując, można stwierdzić, że czynniki związane z funkcją motoryczną przewodu pokarmowego – szybkością opróżniania żołądka oraz czasem pasażu żołądkowo-jelitowego wpływając na funkcję transportową przewodu pokarmowego mogą uczestniczyć w rozwoju otyłości, poprzez zaburzenie odczuwania sytości oraz zwiększenie wchłaniania składników odżywczych. Jak już wspomniano, nie można również wykluczyć, że zaburzenia motoryki przewodu pokarmowego są zjawiskiem wtórnym w stosunku do już istniejącej otyłości. Ponieważ różne metody chirurgicznego leczenia otyłości stają się coraz popularniejsze, dlatego z punktu widzenia klinicznego lepsze poznanie roli przewodu pokarmowego w patogenezie otyłości wydaje się mieć rosnące znaczenie.

..............................................................................................................................................................

PIŚMIENNICTWO

1.    Chaudhri O.B., Field B.C., Bloom S.R.: Gastrointestinal satiety signals. Int J Obes 2008; 32 Suppl 7: S28-31.

2.    Brown R.E.: Could there be a fine-tuning role for brain-derived adipokines in the regulation of body weight and prevention of obesity? Mcgill J Med 2008; 11 (2): 177-184.

3.    Bugajski A.J., Gil K., Ziomber A., Zurowski D., Zaraska W., Thor P.J.: Effect of long-term vagal stimulation on food intake and body weight during diet induced obesity in rats. J Physiol Pharmacol 2008; 58 Suppl 1: 5-12.

4.    Chen J., Richards R.D., McCallum R.W.: Identification of gastric contractions from cutaneous electrogastrogram. Am J Gastroenerol 1994; 89: 79-85.

5.    Konturek S.: Neurohormonalna regulacja przyjmowania pokarmu i czynności motoryczno-wydzielniczych układu trawiennego. [W:] Konturek S.: Fizjologia człowieka. Wydawnictwo Uniwersytetu Jagiellońskiego, Kraków 2000; Tom V: 13-170.

6.    Giralt M., Vergara P.: Inhibition by CCK of ascending contraction elicited by mucosal stimulation in the duodenum of the rat. Neurogastroenterol Motil 2000; 12 (2): 173-180.

7.    Haans J.J., Masclee A.A.: Intragastric acidification inhibits motilin-induced phase III aactivity in humans. Neurogastroenterol Motil 2006; 18 (8): 637-646.

8.    Milenov K., Bocheva A., Vassileva M.: Effects of somatostatin and motilin on the motor and myoelectrical activity of the canine stomach and small intestine in vivo. Acta Physiol Pharmacol Bulg 1990; 16 (2): 48-54.

9.    Riezzo G., Chiloiro M., Guerra V.: Electrogastrography in healthy children: evaluation of normal values, influence of age, gender, and obesity. Dig Dis Sci 1998; 43: 1646-1651.

10.    Jones T.F., Lin Z., Sarosiek I., Moncure M., McCallum R.W.: Assessment of gastric emptying and myoelectric activity in the morbidly obese patients. Gastroenetrology 2001; 120: A1500.

11.    You C.H., Chey W.Y., Lee K.Y., Menguy R., Bortoff A.: Gastric and small intestinal myoelectric dysrhythmia associated with chronic intractable nausea and vomiting. Ann Intern Med 1981; 95: 449-451.

12.    Chen J.D., McCallum R.W.: Clinical application of electrogastrography. Am J Gastroenterol 1993; 88: 1324-1336.

13.    Horowitz M., Collins P.J., Cook D.J., Harding P.E., Shearman D.J.: Abnormalities of gastric emptying in obese patients. Int J Obes 1983; 7 (5): 415-421.

14.    Maddox A., Horowitz M., Wishart J., Collins P.: Gastric and oesophageal emptying in obesity. Scand J Gastroenterol 1989; 24: 593-598.

15.    Capasso R., Izzo A.A.: Gastrointestinal regulation of food intake: general aspects and focus on anandamide and oleoylethanolamide. J Neuroendocrinol 2008; 20, Suppl 1: 39-46.

16.    Little J., Horowitz M., Feinle-Bisset C.: Role of cholecystokinin in appetite control and body weight regulation. Obes Rev 2005; 6: 297-306.

17.    Chelikani P.K., Haver A.C., Reidelberger R.D.: Ghrelin attenuates the inhibitory effects of glucagon-like peptide-1 and peptide YY(3-36) on food intake and gastric emptying in rats. Diabetes 2006; 55 (11): 3038-3046.

18.    Asakawa A., Inui A., Yuzuriha H., Ueno N., Katsuura G., Fujimiya M.: Characterization of the effects of pancreatic polypeptide in the regulation of energy balance. Gastroenterology 2003; 124: 1325-1336.

19.    Vaidya H.B., Goyal R.K.: Glucagon like peptide-1 modulators as newer target for diabetes. Curr Drug Targets 2008; 9 (10): 911-920.

20.    Li P., Chang T.M., Chey W.Y.: Secretin inhibits gastric acid secretion via a vagal afferent pathway in rats. Am J Physiol 1998; 275 (1): G22-28.

21.    Masuda Y., Tanaka T., Inomata N., Ohnuma N., Tanaka S., Itoh Z., Hosoda H., Kojami M., Kangawa K.: Ghrelin stimulates gastric acid secretion and motility in rats. Biochem Biophys Res Commun 2000; 276: 905-908.

22.    Mistiaen W., Van Hee R., Blockx P., Bortier H., Harrisson F.: Gastric emptying rate for solid and for liquid test meals in patients with dyspeptic symptoms after partial gastrectomy and after vagotomy followed by partial gastrectomy. Hepatogastroenterology 2001; 48 (37): 299-302.

23.    Collins P.J., Houghton L.A., Read N.W., Horowitz M., Chatterton B.E., Heddle R., Dent J.: Role of the proximal and distal stomach in mixed solid and liquid meal emptying. Gut 1991; 32 (6): 615-619.

24.    Meyer J.H.: Gastric emptying of ordinary food: effect of antrum on particle size. Am J Physiol 1980; 239: G133-G135.

25.    Mathis C., Moran T.H., Schwartz G.J.: Load-sensitive rat gastric vagal afferents encode volume but not gastric nutrients. Am J Physiol 1998; 274: R280-R286.

26.    Phillips R.J., Powley T.L.: Gastric volume rather than nutrient content inhibits food intake. Am J Physiol 1996; 271 (3 Pt 2): R766-R769.

27.    Kocełak P., Zahorska-Markiewicz B., Olszanecka-Glinianowicz M.: Hormonalna regulacja przyjmowania pokarmu. Endokrynologia Polska 2009; 60 (4): 296-301.

28.    Aytug N., Giral A., Imeryuz N., Enc F.Y., Bekiroglu N., Aktas G., Ulusoy N.B.: Gender influence on jejunal migrating motor complex. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol 2001; 280: G255-G263.

29.    Hansen M.B.: Small intestinal manometry. Physiol Res 2002; 51: 541-556.

30.    Kunze W.A., Furness J.B.: The enteric nervous system and regulation of intestinal motility. Annu Rev Physiol 1999; 61: 117-142.

31.    McCallum R.W.: Pharmacologic modulation of motility. Yale J Biol Med 1999; 72 (2-3): 173-180.

32.    Chiloiro M., Caroli M., Guerra V., Piepoli A., Riezzo G.: Gastric emptying in normal weight and obese children: an ultrasound study. Int J Obes Relat Metab Disord 1999; 23: 1303-1306.

33.    Kim D.Y., Camilleri M., Murray J.A., Stephens D.A., Levine J.A., Burton D.D.: Is there a role for gaastric accomodation and satiety in asymptomatic obese people? Obes Res 2001; 9: 655-661.

34.    Granstrom L., Backman L.: Stomach distension in extremely obese and in normal subjects. Acta Chir Scand 1985; 151: 367-370.

35.    Geliebter A., Schachter S., Lohmann-Walter C., Feldman H., Hashim S.A.: Reduced stomach capacity in obese subjects after dieting. Am J Clin Nutr 1996; 63: 170-173.

36.    Samson M., Roelofs J.M., Akkermans L.M., van Berge Henegouwen G.P., Smout A.J.: Proximal gastric motor activity in response to a liquid meal in type I diabetes mellitus with autonomic neuropathy. Dig Dis Sci 1998; 43: 291-496.

37.    Troncon L.E., Thompson D.G., Ahluwalia N.K., Barlow J., Heggie I.: Relations between upper abdominal symptoms and gastric distension abnormalities in dysmotility like functional dyspepsia and after vagotomy. Gut 1995; 37: 17-22.

38.    Undeland K.A., Hausken T., Aanderud S., Berstad A.: Lower postprandial gastric volume response in diabetic patients with vagal neuropathy. Neurogastroenterol Motil 1997; 9: 19-24.

39.    Geliebter A.: Gastric distension and gastric capacity in relation to food intake in humans. Physiol Behav 1988; 44: 665-668.

40.    Naslund E., Gryback P., Hellstrom P.M., Jacobsson H., Holst J.J., Theodorsson E., Backman L.: Gastrointesinal hormones and gastric emptying 20 years after jejunoileal bypass for massive obesity. Int J Obes Relat Metab Disord 1997; 21 (5): 387-392.

41.    Morinigo R., Moize V., Musri M., Lacy A.M., Navarro S., Marin J.L., Delgado S., Casamitjana R., Vidal J.: Glucagon like peptide 1, peptide YY, hunger, and satiety after gastric bypass surgery in morbidly obese subjects. J Clin Endocrinol Metab 2006; 91: 1735-1740.

42.    Cummings D.E., Weigle D.S., Frayo R.S., Breen P.A., Ma M.K., Dellinger E.P., Purnell J.Q.: Plasma ghrelin levels after diet-induced weight loss or gastric bypass surgery. N Engl J Med 2002; 346 (21): 1623-1630.

43.    Carey D.G., Pliego G.J., Raymond R.L.: Body composition and metabolic changes following bariatric surgery: effects on fat mass, lean mass and basal metabolic rate: six months to one-year follow-up. Obes Surg 2006; 16: 1602-1608.

44.    Tosetti C., Corinaldesi R., Stanghellini V., Pasquali R., Corbelli C., Zoccoli G., Di Febo G., Monetti N., Barbara L.: Gastric emptying of solids in morbid obesity. Int J Obes Relat Metab Disord 1996; 20 (3): 200-205.

45.    Verdich C., Lysgard-Madsen J.L., Toubro S., Buemann B,, Holst J.J., Astrup A.: Effect of obesity and major weight reduction on gastric emptying. Int J Obes Relat Metab Disord 2000; 24: 899-905.

46.    Kocełak P., Zahorska-Markiewicz B., Jonderko K., Olszanecka-Glinianowicz M., Żak-Gołąb A., Holecki M., Kamińska M., Szymszal M.: Long-term effects of lipase inhibition by orlistat on gastric emptying and orocecal transit time of a solid time. J Gastroenterol 2008; 43 (8): 609-617.

47.    Mathus-Vliegen E.M.H., van Ierland-van Leeuwen M.L., Bennink R.J.: Influences of fat restriction and lipase inhibition on gastric emptying in obesity. Int J Obes 2006; 30: 1203-1210.

48.    French S.J., Murray B., Rumsay R.D.E., Fadzin R., Read N.W.: Adaptation to high fat diets: effects on eating behaviour and plasma cholecystokinin. Br J Nutr 1995; 73: 179-189.

49.    Cunningham K.M., Daly J., Horowitz M., Read N.W.: Gastrointestinal adaptation to diets of differing fat composition in human volunteers. Gut 1991; 32: 483-486.

50.    Jackson S.J., Leahy F.E., McGowan A.A., Bluck L.J.C., Coward W.A., Jebb S.A.: Delayed gastric emptying in the obese: an assessment using the non-invasive 13C-octanoic acid breath test. Diabetes Obes Metab 2004; 6: 264-270.

51.    Lee J.S., Camilleri M., Zinsmeister A.R., Burton D.D., Kost L.J., Klein P.D.: A valid, accurate, office based non-radioactive test for gastric emptying of solids. Gut 2000; 46: 768-773.

52.    Hutson W.R., Wald A.: Obesity and weight reduction do not influence gastric emptying and antral motility. Am J Gastroenterol 1993; 88 (9): 1405-1409.

53.    Cigaina V., Hirschberg A.: Gastric pacing for morbid obesity: plasma levels of gastrointestinal peptides and leptin. Obes Res 2003; 11: 1456-1462.

54.    Cigaina V., Hirschberg A.: Plasma ghrelin and gastric pacing in morbidly obese patients. Metabolism 2007; 56: 1017-1021.

55.    Hellstrom P.M., Husebye E., Kraglund K.: Methodology for motility studies on the small intestine: a Scandinavian consensus. Eur J Surg Suppl 1991; 564: 51-61.

56.    Kellow J.E., Borody S., Phillips S.F., Tucker R.L., Hadded A.C.: Human interdigestive motility: Variations in patterns from esophagus to colon. Gastroenterology 1986; 91: 386-395.

57.    Sama S.K., Soergel K.H., Hariq J.M., Loo F.D., Wood C.M., Donahue K.M., Ryan R.P., Arndorfer R.C.: Spatial and temporal patterns of human jejunal contractions. Am J Physiol 1989; 257: G423-G432.

58.    Lo C.M., Xu M., Yang Q., Zheng S., Carey K.M., Tubb M.R., Davidson W.S., Liu M., Woods S.C., Tso P.: Effect of intraperitonal and intravenous administration of cholecystokinin-8 and apolipoprotein AIV on intestinal lymphatic CCK-8 and apo AIV concentration. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol 2009; 296: R43-R50.

59.    Lin H.C., Doty J.E., Reedy T.J., Meyer J.H.: Inhibition of gastric emptying by glucose depends on length of intestine exposed to nutrient. Am J Physiol 1989; 256: G404-G411.

60.    Pieramico O., Malfertheiner P., Nelson D.K., Glasbrenner B., Ditschuneit H.: Interdigestive gastroduodenal motility and cyclic of putative regulatory hormones in severe obesity. Scand J Gastroenterol 1992; 27: 538-544.

61.    Bassotti G., Crowell M.D., Whitehead W.E.: Contractile activity of the human colon: lessons from 24-hour studies. Gut 1993; 34: 129-133.

62.    Turnbaugh P.J., Ley R.E., Mahowald M.A., Magrini V., Mardis E.R., Gordon J.I.: An obesity-associated gut microbiome with increased capacity for energy harvest. Nature 2006; 444 (7122): 1027-1031.

63.    Backhed F., Ding H., Wang T., Hooper L.V., Koh G.Y., Nagy A., Semenkowich C.F., Gordon J.I.: The gut microbiota as an environmental factor that regulates fat storage. Proc Natl Acad Sci 2004; 101 (44): 15718-15723.

64.    Ley R.E., Turnbaugh P.J., Klein S., Gordon J.I.: Microbial ecology: human gut microbes associated with obesity. Nature 2006; 444 (7122): 1022-1023.

65.    Basilisco G., Camboni G., Bozzani A., Vita P., Doldi S., Bianchi P.A.: Orocecal transit delay in obese patients. Dig Dis Sci 1989; 34 (4): 509-512.

66.    Wisen O., Johansson C.: Gastrointestinal function in obesity: motility, secretion, and absorption following a liquid test meal. Metabolism 1992; 41 (4): 390-395.

67.    Piccione P.R., Holt P.R., Culpepper-Morgan J.A., Paris P., O’Bryan L., Ferdinands L., Kreek M.J.: Intestinal dysmotility in the elderly: measurement of orocecal transit time. Am J Gastroenterol 1990; 85: 161-164.

68.    Drent M.L., Popp-Snijders C., Ader H.J., Jansen J., van der Veen E.: Lipase inhibition and hormonal status, body composition and gastrointestinal processing of a liquid high-fat mixed meal in moderately obese subjects. Obes Res 1995; 3 (6): 573-581.

69.    Henderson A., Vist G., Rumsey D.: The effect of a three week high fat diet on the mouth to caecum transit time of a high fat meal in humans. Biochem Soc Trans 1998; 26: S186.

70.    Read N.W., McFarlane A., Kinsman R.I., Bates T.E., Blackhall N.W., Farrar G.B., Hall J.C., Moss G., Morris A.P., O’Neill B.: Effect of infusion of nutrient solutions into the ileum on gastrointestinal transit and plasma levels of neurotensin and enteroglucagon. Gastroenterology 1984; 86: 274-280.

71.    Tschop M.D., Castaneda T.R., Joost H.G. i wsp.: Physiology: does gut hormone PYY3-36 decrease food intake in rodents? Nature 2004; 8 (430): 103.

72.    Wren A., Seal L., Cohen M. i wsp.: Ghrelin enhances appetite and increases food intake in humans. J Clin Endocrinol Metab 2001; 86: 5992.

73.    Kissileff H.R., Carretta J.C., Geliebter A., Pi-Sunyer F.X.: Cholecystokinin and stomach distension combine to reduce food intake in humans. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol 2003; 285: R992-R998.

74.    Turton M.D., O’Shea D., Gunn I. i wsp.: A role for glucagon-like peptide-1 in the central regulation of feeding. Nature 1996; 379: 69-72.

75.    Tang-Christensen M., Vrang N., Larsen P.J.: Glucagon-like peptide containing pathways in the regulation of feeding behaviour. Int J Obes Relat Metab Disord 2001; 25 (Suppl 5): S42-S47.

76.    Asakawa A., Inui A., Momose K., Ueno N., Fujino M.A., Kasuga M.: Motilin increases food intake in mice. Peptides 1998; 19: 987-990.

77.    Batterham R.L., Le Roux C.W., Cohen M.A., Park A.J., Ellis S.M., Patterson M., Frost G.S., Ghatei M.A, Bloom S.R.: Pancreatic polypeptide reduces appetite and food intake in humans. J Clin Endocrinol Metab 2003; 88: 3989-3992.

78.    Batterham R.L., Cohen M.A., Ellis S.M., Le Roux C.W., Withers D.J., Frost G.S., Ghatei M.A., Bloom S.R.: Inhibition of food intake in obese subjects by peptide YY3-36. N Engl J Med 2003; 349: 941-948.

79.    Conover K.L., Collins S.M., Weingarten H.P.: Gastric emptying changes are neither necessary nor sufficient for CCK-induced satiety. Am J Physiol 1989; 256: R56-R62.

80.    Morley J.E., Levine A.S., Yamada T., Gebhard R.L., Prigge W.F., Shafer R.B., Goetz F.C., Silvis S.E.: Effect of exorphins on gastrointestinal function, hormonal release, and appetite. Gastroenterology 1983; 84: 1517-1523.

81.    Cohen M.A., Ellis S.M., Le Roux C.W., Batterham R.L., Park A., Patterson M., Frost G.S., Ghatei M.A., Bloom S.R.: Oxyntomodulin supresses appatite and reduces food intake in humans. J Clin Endocrinol Metab 2003; 88 (10): 4696-4701.

82.    Zhang J.V., Ren P.G., Avsian-Kretchmer O., Luo C.W., Rauch R., Hsueh A.J.: Obestatin, a peptide encoded by the ghrelin gene, opposes ghrelin’s effects on food intake. Science 2005; 310: 996-999.

83.    Feurle G.E., Pfeiffer A., Schmidt T., Dominguez-Munoz E., Malfertheimer P., Hamscher G.: Phase III of the migrating motor complex: associated with endogenous xenin plasma peaks and induced by exogenous xenin. Neurogastrology & Motility 2008; 13 (3): 237-246.

84.    Bloomgarden Z.T.: Gut hormones and related concepts. Diabetes Care 2006; 29 (10): 2319-2324.

85.    Reda T.K., Geliebter A., Pi-Sunyer F.X.: Amylin, food intake, and obesity. Obesity Res 2002; 10: 1087-1091

..............................................................................................................................................................

*Adres do korespondencji:

Piotr Kocełak
Zakład Promocji Zdrowia i Leczenia Otyłości
Katedra Patofizjologii SUM
40-752 Katowice, ul. Medyków 18
tel./fax: 32 252 60 91
e-mail: pkocelak@sum.edu.pl

Pracę nadesłano: 22.04.2009 r.
Przyjęto do druku: 09.12.2010 r.